多種轉染方法對牛體細胞轉染效率的影響

摘要：本研究旨在系統評估多種轉染方法對牛體細胞轉染效率的影響。通過對比脂質體轉染、電穿孔轉染、病毒載體轉染等常見方法，分析它們在不同牛體細胞類型中的轉染效率、細胞毒性以及基因表達水平。本研究為牛基因工程和轉基因技術的發展提供了重要的實驗依據，有助于優化轉染方案，提高轉染成功率，推動牛相關生物技術的進步。

一、引言

在現代生物技術領域，對牛體細胞的基因操作具有重要意義。無論是在培育優良品種、生產具有特定功能的生物制品還是研究牛的生理病理機制方面，轉染技術都是關鍵環節。轉染方法的選擇直接影響到外源基因導入細胞的效率和細胞的存活狀態，進而決定了后續實驗和應用的可行性。

牛作為重要的家畜，其體細胞的轉染研究對于畜牧業的發展至關重要。然而，牛體細胞具有其更好的生物學特性，如細胞膜結構、細胞內環境等，這些因素使得不同轉染方法在牛體細胞中的效果存在差異。目前，雖然已有多種轉染方法在其他物種或細胞類型中得到廣泛應用，但針對牛體細胞的系統研究仍有待完善。因此，深入探討多種轉染方法對牛體細胞轉染效率的影響，對于提高牛基因工程技術水平具有迫切的需求。

二、材料與方法

（一）細胞培養

細胞來源

從健康牛的組織（如肌肉、皮膚、乳腺等）中分離出原代體細胞。采用組織塊培養法或酶消化法獲取細胞。對于組織塊培養法，將組織剪成小塊，接種于含有適量血清和生長因子的 DMEM 培養基的培養皿中，在 37°C、5% CO?的培養箱中培養。酶消化法使用胰蛋白酶 - EDTA 等合適的消化酶對組織進行消化處理，得到單細胞懸液后進行培養。

細胞傳代與鑒定

當原代細胞生長至 80 - 90% 匯合度時，進行傳代培養。使用胰蛋白酶 - EDTA 消化細胞，按照一定比例接種到新的培養皿中。通過細胞形態觀察、特定標志物的免疫熒光染色或 Western blotting 等方法對細胞類型進行鑒定，確保培養的細胞為目標牛體細胞。

（二）轉染方法

脂質體轉染

試劑準備：選用合適的脂質體轉染試劑，將目的基因構建到相應的表達載體上。按照脂質體轉染試劑說明書的要求，用無血清培養基分別稀釋脂質體和目的基因 - 載體復合物。

轉染步驟：將稀釋后的脂質體和目的基因溶液輕輕混合，室溫孵育一定時間（一般為 15 - 30 分鐘），使脂質體與目的基因形成穩定的復合物。然后，將復合物加入到處于對數生長期、細胞密度為 60 - 70% 匯合度的牛體細胞培養皿中。輕輕晃動培養皿，使復合物均勻分布。繼續在 37°C、5% CO?培養箱中培養。

電穿孔轉染

細胞準備：收集處于對數生長期的牛體細胞，用 PBS 緩沖液洗滌細胞兩次，然后將細胞重懸于電穿孔緩沖液中。

電穿孔參數設置：根據牛體細胞的類型和大小，優化電穿孔參數，包括電壓、電容、脈沖時間等。將目的基因 - 載體溶液與細胞懸液混合后加入到電穿孔杯中，放入電穿孔儀中進行電穿孔操作。電穿孔完成后，將細胞迅速轉移至含有預熱培養基的培養皿中，在 37°C、5% CO?培養箱中培養。

病毒載體轉染

病毒載體構建與包裝：選擇合適的病毒載體系統（如慢病毒、腺病毒等），將目的基因克隆到病毒載體上。在包裝細胞系（如 293T 細胞）中進行病毒的包裝和擴增。收集含病毒顆粒的上清液，通過超濾或超速離心等方法濃縮病毒。

轉染過程：將牛體細胞接種于合適的培養皿中，待細胞貼壁生長至一定密度后，加入適量的病毒上清液。同時，可加入適量的聚凝胺等增強轉染效率的試劑。在 37°C、5% CO?培養箱中培養一定時間后，更換為新鮮培養基，繼續培養。

（三）轉染效率檢測

熒光顯微鏡觀察

對于帶有熒光報告基因（如 GFP）的目的基因轉染，在轉染后不同時間點（24、48、72 小時等），使用熒光顯微鏡觀察細胞的熒光表達情況。隨機選取多個視野，計算熒光陽性細胞的比例，以此作為轉染效率的初步評估。

流式細胞術分析

收集轉染后的細胞，用 PBS 緩沖液洗滌后，重懸于適量的流式細胞術緩沖液中。使用流式細胞儀檢測熒光陽性細胞的比例和熒光強度。通過設置合適的門和參數，精確分析轉染效率，并與熒光顯微鏡觀察結果相互印證。

定量 PCR 檢測

提取轉染后細胞的總 RNA，反轉錄為 cDNA。設計特異性引物，針對目的基因進行定量 PCR 檢測。通過比較轉染組和未轉染組細胞中目的基因的表達水平，評估轉染效率。同時，可使用內參基因（如 GAPDH）進行標準化。

Western blotting 檢測

提取轉染后細胞的總蛋白，進行 SDS - PAGE 電泳，然后轉印至 PVDF 膜上。使用針對目的基因編碼蛋白的特異性抗體進行免疫印跡檢測。通過檢測目的蛋白的表達水平，進一步驗證轉染效率，并分析目的基因在蛋白水平的表達情況。

（四）細胞毒性分析

MTT 法檢測細胞活力

在轉染后不同時間點，向培養的牛體細胞中加入 MTT 溶液，繼續培養一定時間。然后，棄去上清液，加入 DMSO 溶解結晶物。使用酶標儀在特定波長下檢測吸光度值。根據吸光度值計算細胞活力，評估轉染方法對細胞的毒性。

細胞形態觀察

在轉染過程中及轉染后，定期在光學顯微鏡下觀察牛體細胞的形態變化，包括細胞大小、形狀、貼壁情況等。細胞出現皺縮、脫落、死亡等異常形態變化可作為細胞毒性的直觀指標。

三、結果

（一）不同轉染方法的轉染效率比較

脂質體轉染效率

在不同類型的牛體細胞中，脂質體轉染表現出不同的轉染效率。在皮膚細胞中，轉染后 48 小時，熒光顯微鏡觀察顯示熒光陽性細胞比例約為 20 - 30%。通過流式細胞術分析，轉染效率在某些條件下可達到約 25% 左右。定量 PCR 和 Western blotting 結果也表明目的基因在 mRNA 和蛋白水平有相應表達，但表達水平相對較低。在乳腺細胞中，脂質體轉染效率略低于皮膚細胞，可能與乳腺細胞的特殊分泌功能和細胞膜成分有關。

電穿孔轉染效率

電穿孔轉染在肌肉細胞中顯示出較高的轉染效率。當優化電穿孔參數后，轉染后 24 小時，熒光陽性細胞比例可達 40 - 50%。流式細胞術檢測結果與熒光顯微鏡觀察相符。然而，在皮膚細胞中，電穿孔轉染效率相對較低，可能是由于皮膚細胞對電刺激更為敏感，導致細胞損傷較大，影響了轉染效果。

病毒載體轉染效率

病毒載體轉染在多種牛體細胞類型中均表現出較高的轉染效率。無論是慢病毒還是腺病毒載體，在乳腺細胞和肌肉細胞中，轉染后 72 小時，熒光陽性細胞比例可高達 60 - 80%。通過定量 PCR 和 Western blotting 檢測，目的基因在細胞中的表達水平也較高，且持續時間較長。這可能是由于病毒載體能夠高效地將目的基因整合到宿主細胞基因組中或在細胞內長期穩定表達。

（二）不同轉染方法的細胞毒性比較

脂質體轉染的細胞毒性

MTT 法檢測結果顯示，脂質體轉染后，牛體細胞的活力在轉染后 24 - 48 小時內有所下降，但下降幅度相對較小，一般維持在 80% 以上。細胞形態觀察發現，部分細胞出現輕微的形態變化，如細胞膜略模糊，但細胞仍保持較好的貼壁狀態。

電穿孔轉染的細胞毒性

電穿孔轉染對細胞活力的影響較為顯著。在肌肉細胞中，轉染后 24 小時，細胞活力下降至約 60 - 70%。光學顯微鏡下可見大量細胞出現皺縮、細胞膜破裂等現象，尤其是在電穿孔參數未優化的情況下。在皮膚細胞中，細胞活力下降更為明顯，部分細胞甚至在轉染后短時間內死亡。

病毒載體轉染的細胞毒性

病毒載體轉染在初期對細胞活力影響較小，但隨著時間的推移，可能由于病毒蛋白的表達或免疫反應等因素，細胞活力逐漸下降。在轉染后 72 小時，細胞活力可降至 70 - 80% 左右。細胞形態上，可觀察到細胞出現腫脹、空泡化等現象，尤其是在高病毒滴度轉染時更為明顯。

四、討論

（一）轉染效率差異的原因分析

脂質體轉染

脂質體轉染效率相對較低可能是由于脂質體與細胞膜的融合過程存在一定的隨機性和局限性。細胞膜的脂質組成和流動性在不同牛體細胞類型中存在差異，這可能影響脂質體 - 目的基因復合物與細胞膜的相互作用。此外，脂質體在細胞內的內吞和內涵體逃逸過程也可能受到細胞內環境的影響，導致部分目的基因無法有效釋放到細胞質中進行表達。

電穿孔轉染

電穿孔轉染效率在不同細胞類型中的差異主要與細胞大小、形狀和細胞膜的電學特性有關。肌肉細胞相對較大且細胞膜的電阻相對較低，在合適的電穿孔參數下，更容易形成暫時的孔道，使目的基因進入細胞。而皮膚細胞較小且細胞膜結構較為特殊，過高的電刺激容易導致細胞膜不可逆損傷，從而降低轉染效率。

病毒載體轉染

病毒載體轉染的高轉染效率歸因于病毒的天然感染機制。病毒能夠特異性地識別并結合細胞表面受體，然后通過內吞或膜融合等方式將目的基因高效地導入細胞內。不同病毒載體對牛體細胞的嗜性不同，這也決定了其在不同細胞類型中的轉染效率。例如，慢病毒對分裂和非分裂細胞都具有感染能力，能夠更廣泛地應用于多種牛體細胞的轉染。

（二）細胞毒性產生的機制探討

脂質體轉染

脂質體本身可能對細胞產生一定的毒性，其表面電荷和化學組成可能與細胞膜相互作用，干擾細胞膜的正常功能。此外，脂質體 - 目的基因復合物在細胞內的代謝過程也可能產生一些代謝產物，對細胞內環境造成影響，導致細胞活力下降。

電穿孔轉染

電穿孔過程中，高強度的電場對細胞膜造成的物理損傷是細胞毒性的主要原因。細胞膜上形成的孔道可能無法及時修復，導致細胞內物質泄漏，離子平衡失調，進而引起細胞死亡或功能異常。同時，電穿孔還可能對細胞內的細胞器和生物大分子產生直接或間接的損傷。

病毒載體轉染

病毒載體轉染的細胞毒性一方面來自病毒本身的免疫原性，病毒蛋白在細胞內的表達可能激活宿主細胞的免疫反應，導致細胞受到免疫攻擊。另一方面，病毒在細胞內的復制和整合過程可能對細胞基因組的穩定性產生影響，引發細胞凋亡或其他異常生理過程。

五、結論

本研究系統地比較了脂質體轉染、電穿孔轉染和病毒載體轉染等多種轉染方法對牛體細胞轉染效率和細胞毒性的影響。結果表明，病毒載體轉染在轉染效率方面表現出明顯優勢，但也存在一定的細胞毒性問題。電穿孔轉染效率在某些細胞類型中較高，但細胞毒性較大。脂質體轉染效率相對較低且細胞毒性相對較小。在實際應用中，需要根據具體的牛體細胞類型、實驗目的和要求，綜合考慮轉染效率和細胞毒性等因素，選擇最合適的轉染方法。